Клеточные технологии при хронической сердечной недостаточности: обзор литературы
РезюмеХроническая сердечная недостаточность (ХСН) - одна из наиболее распространенных и тяжелых форм ишемической болезни сердца (ИБС), на фоне которой существенно снижаются продолжительность и качество жизни пациентов. Применяемые в настоящее время фармакологические и немедикаментозные методы ее лечения недостаточно эффективны, а трансплантация сердца ограничена организационными и техническими сложностями, возникающими при выполнении этого оперативного вмешательства, а также недостаточной доступностью донорских органов. Известно, что потенциал клеток миокарда к репарации невелик, поэтому регенеративная терапия может быть востребована как новое перспективное направление лечения ХСН.
Существует несколько направлений клеточной терапии, способствующей улучшению процессов репарации миокарда. Одним из них является трансплантация соматических стволовых клеток, которая считается безопасной и несколько улучшает сократимость миокарда, преимущественно за счет паракринных механизмов регуляции клеточного цикла.
В качестве альтернативы этой методики для трансплантации непосредственно в поврежденные участки миокарда могут быть использованы кардиомиоциты, полученные из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (iPSC). Однако до начала применения таких клеток у лиц, страдающих ХСН, предстоит решить проблемы их потенциальной онкогенности и недостаточно хорошей выживаемости в условиях редукции кровотока на фоне тяжелого коронарного атеросклероза.
В ряде исследований рассматривались и другие направления клеточной терапии, в частности бесклеточный подход к прямому перепрограммированию, заключавшийся в преобразовании эндогенных сердечных фибробластов в индуцированные кардиомиоцитоподобные клетки. В данном обзоре мы рассматриваем текущую ситуацию и перспективы использования регенеративных клеточных и бесклеточных технологий при ХСН, которые могут быть введены в клиническую практику в ближайшем будущем.
Ключевые слова:хроническая сердечная недостаточность; регенеративная клеточная терапия; клеточные и бесклеточные технологии; кардиомиоциты; фибробласты
Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Для цитирования: Рыков М.Ю., Долгополов И.С. Клеточные технологии при хронической сердечной недостаточности: обзор литературы // Кардиология: новости, мнения, обучение. 2024. Т. 12, № 1. С. 50-59. DOI: https://doi.org/10.33029/2309-1908-2024-12-1-50-59
Ишемическая болезнь сердца (ИБС) обоснованно считается ведущей причиной инвалидности и смертности в большинстве стран мира. Одной из ее наиболее распространенных и тяжелых форм является хроническая сердечная недостаточность (ХСН), которая представляет собой глобальную проблему современного общества, поскольку резко сокращает продолжительность и снижает качество жизни населения, а также увеличивает нагрузку на экономическую составляющую здравоохранения.
Во всем мире ХСН страдают более 40 млн взрослого населения. Прогнозируется, что к 2030 г. ее распространенность вырастет еще на 45-50% [1]. Частота выявления недостаточности кровообращения увеличивается по мере постарения населения и приближается к критическому показателю 10 на 1000 жителей у лиц в возрастной группе старше 65 лет [1].
Патогенетической основой ХСН прежде всего являются нарушения систолической функции миокарда левого и правого желудочков. Вследствие этого увеличивается объем межклеточной жидкости, возникают застойные явления по малому и большому кругу кровообращения, ухудшается перфузия органов и тканей, постепенно развивается полиорганная недостаточность.
В классификациях недостаточности кровообращения, в настоящее время использующихся в широкой клинической практике, в качестве базовых критериев оценки тяжести ее течения наряду со степенью ограничения функциональной активности пациента, выраженностью застойных изменений и их устойчивостью к проводимой терапии в последнее время определяется потребность в механической поддержке кровообращения и трансплантации сердца.
Такая необходимость продиктована резким снижением фракции выброса (ФВ) левого желудочка (ЛЖ) у подавляющего большинства больных, госпитализированных по поводу декомпенсированной ХСН.
Причем анализ распространенности снижения его сократительной функции выявляет ряд достоверных расовых и гендерных различий. Так, у афроамериканских мужчин наблюдается наиболее высокая частота выявления ХСН, сопровождающаяся существенным снижением ФВ, удельный вес которой приближается к 70%. У женщин европеоидной расы, напротив, в 60% случаев отмечается незначительно сниженная или нормальная ФВ [1, 2].
Лечение ХСН в основном заключается в назначении комплексной медикаментозной терапии, которая имеет патогенетическую направленность. В первую очередь она способствует поддержанию сократительной функции миокарда ЛЖ, купированию легочной гипертензии, ликвидации застойных изменений, подавлению избыточной активности гуморальных регулирующих систем, в частности ренин-ангиотензин-альдостероновой системы, вызывающей генерализованные нарушения водно-солевого баланса. Однако ее возможности, особенно при развитии тяжелой застойной недостаточности кровообращения, часто ограничены, что обусловливает высокий уровень смертности таких пациентов.
К важнейшим причинам невысокой эффективности консервативного лечения относятся неуклонно прогрессирующий процесс деградации и гибели кардиомиоцитов, их постепенное замещение фибробластами, которые не способны должным образом обеспечить функциональную активность желудочков.
В качестве альтернативы фармакотерапии терминальной ХСН могут рассматриваться оперативные методы лечения, такие как аортокоронарное шунтирование, пластика атриовентрикулярного кольца, протезирование клапанов, аневризмэктомия и некоторые другие. Однако возможность их выполнения и эффективность различными авторами оценивается неоднозначно.
Наиболее действенным среди них следует считать трансплантацию сердца, которая, однако, ограничена острым дефицитом доноров, строгими критериями отбора пациентов и высоким риском при проведении хирургического вмешательства. Таким образом, имеющиеся в настоящее время в распоряжении практического врача фармакологические и оперативные методы лечения ХСН в ряде случаев недостаточно эффективны и требуют дальнейшего совершенствования.
Терапия стволовыми клетками при заболеваниях сердца за последние два десятилетия привлекла большое внимание и стала новым методом лечения поврежденной ткани миокарда [3]. Различные типы стволовых клеток были исследованы в качестве перспективных терапевтических агентов, включая мультипотентные эмбриональные стволовые клетки (ЭСК), мезенхимальные стволовые клетки (МСК), индуцированные плюрипотентные стволовые клетки (ИПСК), гемопоэтические стволовые клетки (ГСК), эндотелиальные клетки-предшественники, клетки - предшественники кардиомиоцитов (КПК) и мононуклеарные клетки костного мозга (МНК).
В исследовании, опубликованном в 2015 г., показано, что при введении стволовых клеток различных типов через 28 дней после их трансплантации (32 дня после инфаркта миокарда) у животных не было продемонстрировано снижения фракции укорочения (+0,5% между 4-м и 28-м днями; p>0,05).
В группе крыс, которым вводили ЭСК недостоверно улучшилась фракция укорочения (ФУ), но и не было отмечено расширения ЛЖ в конце систолы или в конце диастолы (+28 и +16% по сравнению с исходным уровнем; p<0,05 и p<0,001 соответственно) [4].
Объединенные данные анализа 6 исследований с 2006 по 2011 г. интракоронарного введения МНК, объединяющего 365 пациентов после инфаркта миокарда, показали, что клеточная терапия превосходила стандартную медикаментозную в отношении скорости митрального притока (отношение E/А) через 1 год наблюдения (p<0,00001). Кроме того, за этот период у пациентов, получавших МНК, наблюдалось улучшение времени выполнения упражнений на 14,29 мин по сравнению с увеличением на 4,76 мин в контрольной группе и клинически значимое снижение наклона VE/VCO2 (р=0,0005 и р=0,03 соответственно) [5].
Однако клиническое использование стволовых клеток при сердечно-сосудистых заболеваниях затруднено из-за отсутствия полного понимания процесса восстановления сердечной ткани, ограниченной возможности дифференцировки стволовых клеток в типы клеток-хозяев, лимитированных терапевтических эффектов и низкой жизнеспособности клеток в суровых условиях поврежденной сердечной ткани [6, 7].
Принято считать, что кардиомиоциты у млекопитающих находятся в терминально дифференцированном состоянии. В результате этого млекопитающие не способны самостоятельно восстановить миокард, поврежденный под влиянием того или иного патологического фактора, в отличие, например, от амфибий или рыб, которые демонстрируют устойчивые регенеративные реакции участков миокарда при травматическом повреждении. Тем не менее было показано, что новорожденные мыши обладают способностью регенерировать значительные участки сердечной мышцы после частичной хирургической резекции [8].
Исследования, опубликованные группой ученых из Каролинского университета в 2009 г., показали, что пул кардиомиоцитов у людей тоже обновляется в процессе жизни со скоростью 0,5-1% от всей популяции в год [9]. Однако регенерационная способность кардиомиоцитов человека недостаточна велика и не способна обеспечить восстановление участка миокарда более или менее значительных размеров.
На начальном этапе попытки регенеративной терапии сердечной мышцы предпринимались с использованием МНК. Несмотря на то что ранние клинические испытания продемонстрировали улучшение сократительной функции миокарда, результаты последующих исследований были менее обнадеживающими [10].
С развитием клеточных технологий и возможностью получать in vitro КПК, обладающих способностью пролиферировать и дифференцироваться в зрелые специализированные клетки миокарда, наступил новый этап развития регенеративной клеточной терапии [11]. Введение культуры аутологичных КПК продемонстрировало некоторое улучшение сократительной функции сердечной мышцы и оказалось безопасным. Тем не менее выживаемость трансплантированных клеток остается низкой, а их способность к дифференцировке в зрелые кардиомиоциты весьма ограничена. Вероятнее всего, позитивные эффекты, которые отмечаются при использовании клеточной терапии МНК и КПК, скорее связаны с паракринными воздействиями на функционирующие кардиомиоциты, чем с их регенерацией [12, 13].
Введение кардиомиоцитов, полученных в результате дифференцировки из аллогенных плюрипотентных стволовых клеток, таких как ЭСК и ИПСК, также показало свою эффективность. Однако применение этих источников клеток ограничено из-за низкой скорости приживления трансплантата в связи с их потенциальной онкогенностью, риском отторжения и этическими причинами.
В последнее время развиваются и бесклеточные регенеративные подходы. Одной из новейших технологий, направленных на регенерацию кардиомиоцитов и восстановление функциональных способностей миокарда, является терапия стволовыми клетками и репрограммирование резидентных фибробластов в кардиомиоциты непосредственно in vivo путем трансдукции определенных кардиоспецифичных факторов [14, 15].
В этом обзоре мы хотели бы обобщить достижения современной медицинской науки и практики в изучении возможностей регенерации высокоспецифичных клеток сердца, обсудить перспективы и проблемы клинического применения клеточных и бесклеточных технологий при лечении ХСН в ближайшем будущем.
Регенеративная клеточная терапия повреждений миокарда. Использование соматических стволовых клеток взрослого типа и эмбриональных клеток
На ранних стадиях регенеративных медицинских исследований МНК костного мозга вызвали значительный интерес, так как они показали кардиогенный потенциал in vitro и продемонстрировали эффективность на моделях инфаркта миокарда у животных [4, 15, 16]. Небольшие клинические исследования различных способов введения МНК людям продемонстрировали умеренное увеличение фракции выброса и некоторую положительную динамику в области очагово-рубцовых изменений миокарда. Однако последующие многочисленные, рандомизированные и двойные слепые клинические испытания оказались неудачными при попытке воспроизвести ранее полученные результаты [10, 17].
МСК костного мозга также показали кардиогенный потенциал in vitro и улучшение сердечной функции на животных моделях инфаркта миокарда. Вместе с тем многоцентровые клинические испытания 2009-2012 гг., такие как POSEIDON, выявили лишь умеренное улучшение сердечной функции, а дальнейшие исследования продемонстрировали, что МСК не обладают способностью дифференцироваться в полноценные зрелые кардиомиоциты [6, 18].
Введение аллогенных МСК сопровождалось высокой частотой серьезных нежелательных явлений, возникавших у 53% включенных в исследование пациентов. Снижение частоты возникновения желудочковых аритмий у пациентов после трансэндокардиальной трансплантации аллогенных МСК по сравнению с аутологичными (0 против 27%) в клиническом исследовании POSEIDON скорее связано с иммунным отторжением трансплантированного клеточного материала, что и объясняет невысокую терапевтическую эффективность данного подхода [19].
Интерес к клеткам - предшественницам кардиомиоцитов (КПК) для клинических испытаний был вызван сообщением о том, что они способны дифференцироваться в трех направлениях, необходимых для регенерации структур миокарда, в частности кардиомиоцитов, клеток гладкой мускулатуры и эндотелиальных клеток. Представление о том, что стволовые клетки являются источником регенерации кардиомиоцитов, возникло из первых наблюдений, в которых c-kit+ ГСК, полученные из костного мозга, улучшали сердечную функцию у мышей при интрамиокардиальном введении [15, 20]. Однако последующие исследования показали, что ГСК практически не обладают способностью образовывать кардиомиоциты, что поставило под сомнение эти более ранние сообщения [21, 22]. Фокус исследований сместился в сторону эндогенных c-kit+ КПК, находящихся в миокарде.
Основываясь на экспрессии c-kit тирозинкиназы поверхностного рецептора, в 2003 г. A.P. Beltrami и соавт. выделили отдельную популяцию резидентных стволовых клеток (c-kit+ КПК) в сердце взрослых крыс, которые являются самообновляющимися, клоногенными и мультипотентными, т. е. они дифференцируются во все 3 основных кардиальных клона (миоциты, гладкомышечные клетки сосудов и эндотелиальные клетки) [11, 23].
В исследовании CADUCEUS, результаты которого были опубликованы в 2012 г., с включением 25 пациентов (17 в основной группе), использовали смешанную популяцию КПК, включающую c-kit (+) клетки и кардиосферы [12]. Было показано, что интракоронарная инфузия аутологичных КПК в постинфарктом периоде безопасна, технически осуществима и эффективна.
Через 12 мес у пациентов, получавших КПК, уменьшался размер рубца на 12,3% по сравнению с 2% в контрольной группе (p=0,007). Через 6 мес было отмечено достоверное по сравнению с контрольной группой снижение массы рубца (р=0,001), увеличение жизнеспособной массы сердца (р=0,01) и улучшение локальной сократимости (р=0,02), по данным анализа магнитно-резонансной томографии (МРТ-анализа). Однако разница в показателях ФВ, конечного систолического и диастолического объема ЛЖ на фоне лечения аутологичными КПК в основной и в контрольной группах не достигла существенных отличий.
Более поздние исследования на животных показали, что в кардиомиоциты трансформировалась лишь 0,03-0,008% трансплантированных c-kit (+) КПК, тогда как их большая часть преобразовывались в эндотелиальные клетки [23-25].
Независимым группам не удалось продемонстрировать предполагаемую сердечную регенерацию на фоне c-kit+ КПК на животных моделях [3]. Более того, было поставлено под сомнение само существование этих эндогенных клеточных популяций во взрослом сердце [26, 27].
Y.N. Tallini и соавт. не нашли свидетельств о том, что взрослые c-kit+ клетки дифференцировались в кардиомиоциты, предполагая, что c-kit+ экспрессия, показанная другими группами после повреждения сердечной мышцы, была обусловлена повторной экспрессией c-kit в кардиомиоцитах, вызванной окислительным стрессом и нарушением регуляции работы соответствующих генов [26].
M.M. Zaruba и соавт. также показали, что только c-kit+ КПК, полученные от новорожденных животных, могут дифференцироваться в кардиомиоциты, способствовать восстановлению сердца и обеспечивать приживление этого типа клеток в здоровом сердце. Они предположили, что способность c-kit+ КПК к дифференцировке имеет возрастные ограничения и отсутствует в c-kit+ КПК, полученных от взрослых особей [27]. Таким образом, несмотря на многочисленные исследования, описывающие c-kit+ КПК, опубликованные за последние 20 лет, их роль в регенерации сердца и даже их существование во взрослом сердце весьма сомнительны.
По результатам доклинических исследований клеточных культур в качестве материала для регенераторной терапии миокарда также рассматривались клетки - предшественники скелетных мышц, локализующиеся под базальной пластиной мышечных волокон. Однако при тестировании на животных моделях и в небольших клинических исследованиях на людях была отмечена высокая частота возникновения желудочковых аритмий, что увеличивало вероятность развития внезапной коронарной смерти [28].
В исследованиях I фазы, опубликованных в 2004 г., устойчивая желудочковая аритмия развилась в 40% случаев [29]. Патофизиологической основой возникновения аномальных желудочковых экстрасистол и эпизодов пароксизмальной желудочковой тахикардии стало отсутствие электромеханической связи между трансплантированными клетками и клетками-хозяевами [30].
Результаты многоцентрового рандомизированного плацебо-контролируемого двойного слепого исследования II фазы MAGIC, проведенного в 2008 г., куда было включено 97 пациентов с дисфункцией ЛЖ (ФВ ≤35%) после инфаркта миокарда, не показали эффективности использования клеток скелетных мышц при ишемической кардиомиопатии ни в ближайшей, ни в отдаленной перспективе.
В исследовании в основных группах непосредственно в зону рубца вводилось 400×106 (низкодозовая группа) и 800×106 (высокодозовая группа) клеток - предшественников скелетных мышц. Абсолютное изменение фракции выброса через 6 мес по сравнению с исходным уровнем составило 4,4; 3,4 и 5,2% в группе плацебо, низко- и высокодозовых групп соответственно (р=0,95). Частота возникновения желудочковых аритмий достоверно не различалась между группами, хотя и увеличивалась в группах, получивших клеточную терапию, и составила 6, 12 и 17% соответственно. Смертность в течение 6 мес наблюдения составила 6, 15 и 13% [31]. При длительном наблюдении за частью пациентов, вошедших в исследование MAGIC, отмечена стабилизация ФВ ЛЖ во всех трех группах (31,1±3,9% до трансплантации против 29,4±4,4% через 72 мес). Объемы ЛЖ уменьшились в группе высоких доз, остались неизменными в группе низких доз и увеличились в группе плацебо [32].
Проведенный метаанализ 667 пациентов из 11 исследований, получавших терапию аутологичными МНК по поводу неишемической дилатационной кардиомиопатии, показал, что их использование приводит к значительному увеличению ФВ ЛЖ (в среднем на 4,54%; р<0,0001) и к уменьшению его конечного диастолического объема (в среднем -1,89 мм; р=0,09). Кроме того, в пациенты, перенесшие трансплантацию МНК, могли пройти за 6 мин на 28,53 м больше, чем пациенты контрольной группы (р=0,03) [33].
В ряде исследований сообщается об успешном использовании кроветворных аутологичных СD 34+ МНК человека, полученных из периферической крови на фоне мобилизации гранулоцитарным колониестимулирующим фактором, у пациентов с дилатационной кардиомиопатией (ДКМП).
Так, по результатам рандомизированного исследования, включавшего 110 больных ДКМП, в основной группе определялось достоверное повышение ФВ ЛЖ (с 24,3±6,5 до 30,0±5,1%; р=0,02), увеличение расстояния ходьбы в течение 6 мин (с 344±90 до 477±130 м; р<0,001) и снижение уровня N-концевого натрийуретического пептида B-типа (с 2322±1234 до 1011±893 пг/мл; p<0,01) - одного из надежных маркеров гиперволемии, наблюдающейся при ХСН. Общая смертность была ниже в группе СD 34+ МНК (14%), чем в контроле (35%; р=0,01). Продолжительность наблюдения за больными составляла не менее 5 лет. Повышение ФВ ЛЖ напрямую коррелировало с дозой трансплантированных в миокард СD 34+ МНК [34].
Однако, в отличие от достаточно хороших результатов клеточной терапии при ДКМП, ее эффективность при лечении инфаркта миокарда, очагового или диффузного кардиосклероза различными авторами оценивается неоднозначно. В частности, требует дополнительного изучения способ введения стволовых клеток и их дозы, а также создается впечатление о тщательной селекции группы исследования с учетом жестких критериев включения в протоколы [35].
Хорошие результаты были получены при интрамиокардиальном применении СD 34+ МНК у пациентов со стенокардией напряжения III-IV функционального класса, резистентной к комплексной антиангинальной терапии.
Метаанализ рандомизированных двойных слепых исследований I и II фазы ACT‑34 (2006-2008 гг.) и III фазы RENEW (2012-2015 гг.) при долгосрочном наблюдении показал улучшение толерантности к физической нагрузке (3 мес - 46,6 с, р=0,007; 6 мес - 49,5 с, р=0,016 и через 12 мес - 44,7 с р=0,065), уменьшение интенсивности и частоты возникновения болевого синдрома в грудной клетке (78%, р=0,032; 66%, р=0,012 и 58%, р=0,011 через 3, 6 и 12 мес соответственно). Также достоверно снизилась смертность (2,5 против 12,1%; р=0,0025) у пациентов, получавших терапию в дозе ≥1×105/аутологичных СD 34+ МНК [36].
Касаясь патогенетической основы хорошего терапевтического эффекта, авторы отмечают, что клетки, несущие на своей поверхности СD 34+-рецептор, способны запускать процессы ангиогенеза и неоваскуляризации тканей сердца при помощи нескольких механизмов.
Во-первых, СD 34+ МНК дифференцируются в клетки гладкой мускулатуры и эндотелиальные клетки, которые являются основными структурными компонентами внутренних стенок сосудов. Это, в свою очередь, приводит к повторной эндотелизации сосудов и реваскуляризации миокарда [37]. Во-вторых, они осуществляют паракринную регуляцию, вырабатывая факторы, стимулирующие ангиогенез и подавляющие апоптоз эндотелиальных клеток и кардиомиоцитов. Кроме того, факторы, выделяемые СD 34+ МНК, способствуют ремоделированию внеклеточного матрикса и мобилизации дополнительных клеток-предшественников [37, 38].
Кардиомиоциты, полученные из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (iPSC)
Концепция применения ЭСК привлекательна в свете их плюрипотентности и способности продуцировать необходимые экзосомы, однако их клиническое применение ограничено этическими проблемами, а также тем, что они обладают высокой иммуногенностью и могут вызывать реакцию отторжения. Кроме того, остается окончательно нерешенным вопрос о потенциальной генетической нестабильности этих клеток и формировании из них доброкачественных, а возможно, и злокачественных новообразований [39, 40].
Другой терапевтический подход предполагает использование функциональных кардиомиоцитов, полученных in vitro из аутологичных или аллогенных ИПСК-КМ (Tohyama S., 2013).
Такое направление лечения получило развитие после публикации результатов исследований С. Яманака и соавт. [41, 42] о возможности напрямую перепрограммировать мышиные и человеческие фибробласты с использованием комбинации четырех факторов транскрипции: Oct 4, Sox 2, Klf 4 и c-Myc, - также известных как факторы Яманака. ИПСК полученные таким путем имеют общие с ЭСК основные морфологические и функциональные характеристики, демонстрируют экспрессию однотипных генов, что позволяет считать их хорошей альтернативой клеткам эмбрионов [42-45]. Таким образом, открытие ИПСК решило существующие этические проблемы и имеет большой потенциал для развития клеточной регенераторной терапии в эпоху персонифицированной медицины.
Группа японских исследователей в 2016 г. сообщила, что трансплантированные интрамиокардиально аллогенные ИПСК-КМ в дозе 4×108 способны персистировать в тканях сердца у иммуносупрессивных макак в течение 12 нед. Трансплантированные ИПСК-КМ обнаруживались в миокарде животных, получавших клинически значимые дозы метилпреднизолона и такролимуса, в течение 12 нед без признаков иммунного отторжения и демонстрировали электромеханическую связь 1:1 с кардиомиоцитами хозяина. При этом было отмечено улучшение сократительной функции миокарда и рост ФВ ЛЖ как с течением времени от момента трансплантации клеток, так и по сравнению с контрольной группой (р<0,05 и р<0,01 соответственно) [46].
Анализируя нежелательные эффекты, исследователи отмечали высокую частоту развития желудочковых аритмий, связанных, вероятнее всего, с различной степенью зрелости и функциональной активности транслированных кардиомиоцитов. После клеточной терапии у 4 из 5 животных развилась устойчивая желудочковая тахикардия, достигшая пика на 14-й день после трансплантации и спонтанно уменьшающаяся с течением времени.
Несмотря на то что в последующих работах была продемонстрирована возможность получать более зрелую и однородную популяцию клеток, гетерогенность кардиомиоцитов, полученных из ИПСК-КМ, может быть одним из существенных препятствий для внедрения методики в клиническую практику [47].
Еще одной проблемой является то, что ИПСК-КМ демонстрируют выраженную генетическую нестабильность и способность образовывать тератомы in vivo [48].
В одном исследовании трансплантация недифференцированных сингенных ИПСК-КМ мышам привела к образованию тератом в 65% случаев трансплантаций через 30 дней [49]. Результаты исследований подчеркивают необходимость прямой дифференцировки ИПСК-КМ в направлении клеток - предшественников сердца перед трансплантацией, чтобы избежать образования тератом или опухолей других типов.
Наблюдаемые позитивные результаты клеточной трансплантации независимо от типа клеток могут быть связаны с секретируемыми факторами, действующими паракринным образом, а не с прямым клеточным вкладом в новообразованную сердечную мышцу [45, 50-54]. Особенно четко влияние паракринной регуляции собственных, резидентных клеток миокарда проявляется при анализе результатов аллогенных трансплантаций.
В исследовании J.J. Chong и соавт., которые трансплантировали 1×109 аллогенных ИПКП-КМ приматам, наблюдалась значительная ремускуляризация сердечной мышцы, притом что ИПКП-КМ показали прогрессирующее, но неполное созревание в течение 3-месячного периода. При этом наблюдалось увеличение кровотока на границе зоны инфаркта миокарда за счет ангиогенеза сосудистой сети хозяина, вероятно, индуцированного сосудистыми факторами роста, секретируемыми трансплантированными ИПСК-КМ [53].
Низкое приживление и паракринная активность аллогенных ИПСК-КМ (высвобождение проангиогенных и антиапоптотических цитокинов) в модели острого инфаркта миокарда была подтверждена в работе S.G. Ong и соавт., которые также продемонстрировали улучшение сердечной функции с помощью магнитно-резонансной томографии на модели грызунов (ФВ в основной группе составила 24,5 против 14,5% в контрольной на 35-й день после трансплантации, р<0,05) [55].
Бесклеточная терапия
Внеклеточные везикулы, экзосомы
Хотя первоначальные результаты использования различных типов клеток для регенерации пораженного инфарктом сердца предполагали многообещающие результаты, более поздние исследования не смогли показать достоверный положительный эффект в более крупных исследованиях на животных, продемонстрировав плохое приживление инъецированных клеток и риск образования опухоли при использовании плюрипотентных стволовых клеток [56]. Кроме того, возможная иммуногенная реакция, связанная с аллогенной и ксеногенной трансплантацией стволовых клеток, вызвала волну скептицизма в клиническом сообществе.
За время проведения исследований in vitro и in vivo были получены убедительные свидетельства, что применяемые в настоящее время клеточные стратегии восстановления функции миокарда в значительной степени сосредоточены на использовании паракринных эффектов с небольшим количеством прямых или косвенных доказательств приживления и регенерации трансплантированных клеток разных типов [57].
Дальнейший анализ показал, что ключевыми паракринными медиаторами, запускающими ангиогенез и регенерацию тканей, являются внеклеточные везикулы (ВВ), что проложило путь к новой бесклеточной терапии для восстановления сердца [58]. ВВ представляют собой небольшие мембраносвязанные частицы, секретируемые клетками, которые могут транспортировать ДНК, РНК и различные белковые соединения в клетки и ткани. Существуют различные типы ВВ, включая макровезикулы, микровезикулы, экзосомы и апоптотические тельца, которые подразделяются в зависимости от их размера, содержания, биогенеза и механизма секреции [59].
Экзосомы являются наиболее широко изученным типом ВВ размером 30-100 нм, экспресирующие несколько белковых маркеров, включая тетраспанины (CD 9, CD 81, CD 63), белки теплового шока (HSP90, HSP70, HSP27) и белки клеточной адгезии (интегрины, лактадгерин, молекула межклеточной адгезии 1) [60].
В работах, выполненных in vitro и in vivo, обнаружены доказательства того, что экзосомы, выделенные из плазмы крыс, обладают способностью защищать сердце от ишемического реперфузионного повреждения за счет стимуляции передачи сигналов TLR 4 (толл-подобный рецептор 4), приводящей к активации сигнального пути митоген-активируемых протеинкиназ (MAPK) [61].
Данные, полученные S. Sahoo и соавт., подтвердили гипотезу о том, что экзосомы обладают высокой биоактивностью и усиливают образование новых сосудов посредством переноса недавно определенной проангиогенной микроРНК, let‑7b‑5p, в эндотелиальные клетки [39, 62]. Было показано, что содержащиеся в них белки и специфичные для сердца микроРНК приводят к значительному снижению апоптоза гипоксических кардиомиоцитов и уменьшают размер инфаркта в моделях на животных [3, 63]. Другие исследования показали усиление ангиогенеза и улучшение гемодинамической функции после ИМ на моделях мелких животных [56].
Прямое перепрограммирование клеток миокарда
Прямое репрограмирование резидентных фибробластов, формирующих рубец, в кардиомиоциты может изменить подходы к клеточной терапии заболеваний сердечно-сосудистой системы, в первую очередь инфаркта миокарда. Показано, что комбинация нескольких кардиоспецифических факторов, таких как Gata4, Mef2c и Tbx5, способна напрямую, минуя стадию стволовой клетки, преобразовывать фибробласты в клетки сердечной мышцы [9, 64]. Данная методика позволяет обойти ограничения, связанные с требованиями к количеству трансплантированных клеток и их приживаемостью, и существенно снизить риск формирования тератом.
В ходе эксперимента на животных перепрограммированные кардиомиоциты характеризовались хорошим межклеточным взаимодействием и структурной организацией, имели глобальные профили экспрессии генов, сходные с естественными клетками сердечной мышцы, и демонстрировали наличие электрофизиологических потенциалов и спонтанных сокращений.
К сожалению, при проведении исследований с человеческими клетками данной комбинации факторов оказалось недостаточно [65]. Однако, несмотря на низкую эффективность перепрограммирования и отсутствие спонтанного биения, клетки продемонстрировали способность к созреванию и синхронному сокращению при совместном культивировании с кардиомиоцитами мыши. В работах N. Cao и соавт. показано, что человеческие фибробласты способны превращаться в кардиомиоцитоподобные клетки с помощью комбинации 9 различных химических соединений [66].
Во время прямого перепрограммирования клеток сердца различные сигнальные пути, такие как трансформирующий фактор роста-β (TGF-β), Rho-ассоциированная киназа (ROCK), белки путей WNT, Notch и Akt, взаимодействуют друг с другом. Воздействие на эти пути на различных этапах может влиять на эффективность терапии. Примечательно, что путь TGF-β является одним из активных путей и в фибробластах. Показано, что ингибирование путей TGF-β и Wnt увеличивает эффективность перепрограммирования [67, 68]. Вероятно, клеточные сигналы, обеспечивающие нормальное функционирование фибробластов, играют роль барьера при попытках трансформировать их в другие типы клеток и должны быть супрессированы для успешного перепрограммирования.
Эпигенетические барьеры являются еще одним препятствием для процесса прямого репрограммирования, помимо сигнальных путей, характерных для фибробластов. Для достижения успешного перепрограммирования клетки должны иметь возможность задействовать гены, которые неактивны в данной клеточной популяции. Эпигенетические факторы контролируют их деятельность с помощью метилирования, ацетилирования и убиквитинирования гистонов [9].
Y. Zhou и соавт. выделили Bmi1 (B cell-specific Moloney murine leukemia virus integration site 1) белок из группы протеинов, способных ремоделировать хроматин, который является критическим эпигенетическим барьером для прямого репрограммирования фибробластов в кардиомиоциты [69]. Авторы продемонстрировали, что Bmi1 регулирует ключевые кардиогенные гены посредством прямого связывания этих локусов в фибробластах, а ингибирование Bmi1 способствует их активации.
Конечная цель прямого перепрограммирования - восстановление поврежденного миокарда и улучшение функционального состояния сердечной мышцы путем преобразования эндогенных фибробластов в кардиомиоциты. В нескольких исследованиях сообщалось о прямом репрограммировании in vivo путем доставки набора необходимых для этого факторов в ишемизированный миокард мышей [70, 71]. С целью демонстрации происхождения этих кардиомицитов из резидентных сердечных фибробластов проводилось отслеживание клонов, которое давало возможность подтвердить, что полученная клеточная популяция не является результатом слияния с существующими клетками миокарда. Эти исследования продемонстрировали, что индуцированные кардиомиоциты, сформировавшиеся in vivo по своим морфологическим и физиологическим параметрам, более похожи на эндогенные кардиомиоциты, чем полученные in vitro.
Это может быть результатом воздействия факторов естественного микроокружения, таких как внеклеточный матрикс, секретируемые белки и межклеточные взаимодействия. Хотя перепрограммирование in vivo может улучшить сердечную функцию и уменьшить тяжесть фиброзных изменений после перенесенного инфаркта миокарда, широкому началу клинических испытаний препятствует использование ретро- и лентивирусных векторов доставки кардиоспецифических факторов в клетки.
Вирусные векторы могут произвольно выстраиваться в ДНК, изменять его последовательность и способствовать инсерционному мутагенезу. Перед началом внедрения в клиническую практику методик прямого перепрограммирования клеток сердца необходимо разработать методы воздействия на эти клетки, исключающие интеграцию вирусов в ДНК.
Интересный подход был предложен группой японских ученых, которые разработали полицистронный векторный вирус Сендай (вирус парагриппа мышей), экспрессирующий кардиоспецифические факторы Gata4, Mef2c и Tbx5 (SeV-GMT). Эффективность применения SeV-GMT была продемонстрировала в экспериментах in vitro и in vivo на животных моделях.
Вирус Сендай представляет собой несегментированный РНК-вирус семейства парамиксовирусов, который реплицируется только в цитоплазме и не интегрируется в геном хозяина. Примечательно, что применение новой технологии способствовало достоверному улучшению сократительной функции сердца и уменьшению тяжести рубцовых изменений миокарда у мышей в постинфарктом периоде в сравнении с группой животных, получивших традиционную терапию с использованием ретровируса.
Заключение
Существующие терапевтические подходы к лечению повреждений миокарда, приводящих к развитию ХСН, не могут полностью предотвратить развитие фиброзных изменений в ишемизированных участках сердечной мышцы и восстановить их нормальную функциональную активность.
Клеточная терапия предложена для применения в клинической практике как многообещающий подход к регенерации сердечной мышцы. Однако результаты клинических испытаний соматических стволовых клеток показали их умеренное влияние на сократительную функцию. Одна из причин такого результата может быть связана с низким приживлением пересаженных клеток.
Вероятно, дальнейшие работы по изучению оптимальных доз клеток и времени их трансплантации, путей введения, а также разработка новых технологий, таких как системы доставки клеток на основе биоматриц, и методы тканевой инженерии, помогут преодолеть эти проблемы.
Прямое перепрограммирование клеток миокарда может стать одним из основных направлений регенеративной медицины при хронической недостаточности кровообращения. После открытия кардиоспецифических факторов технологии прямого перепрограммирования клеток сердца значительно продвинулись вперед в направлении клинического применения. Однако непосредственно перед началом клинических испытаний необходимо решить несколько проблем.
Во-первых, эффективность репрограммирования остается низкой, а генерированные кардиомиоциты демонстрируют гетерогенную зрелость. Эффективность репрограммирования может быть увеличена за счет идентификации дополнительных факторов транскрипции, микроРНК, появления новых активных химических соединений и разработки методов модификации эпигенетических механизмов регуляции функционирования генов.
Во-вторых, назрела необходимость разработать оптимальный стандартный протокол для генерации кардиомиоцитов, что позволит получать сравнимые результаты исследований в этой области. Наконец, необходимо проведение экспериментов непосредственно на моделях ХСН.
Практически все исследования и доклинические работы по перепрограммированию клеток сердца in vivo проводились в остром периоде инфаркта миокарда. Пока неизвестно, может ли перепрограммирование in vivo применяться к моделям ХСН, при которой имеется большой запрос на регенеративные технологии. Регенеративная медицина является перспективным методом лечения хронической недостаточности кровообращения, а широкое использование различных видов клеточной терапии могло бы существенно улучшить его ближайшие и отдаленные результаты.
Литература/Refrences
1. Benjamin E.J., Virani S., Callaway C. et al. Heart disease and stroke statistics-2018 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 2018; (137): e67-e492. DOI: https://doi.org/10.1161/CIR.0000000000000558
2. Yancy C.W., Jessup M., Bozkurt B., et al. 2016 ACC/AHA/HFSA focused update on new pharmacological therapy for heart failure: an update of the 2013 ACCF/AHA guideline for the Management of Heart Failure: A report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Clinical Practice Guidelines and the Heart Failure Society of America. Circulation. 2016; (134): e282-e293. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cardfail.2016.07.001
3. Kasai-Brunswick T.H., Carvalho A.B., Campos de Carvalho A.C. Stem cell therapies in cardiac diseases: Current status and future possibilities. World J Stem Cells. 2021; 13 (9): 1231-47. DOI: https://doi.org/10.4252/wjsc.v13.i9.1231
4. Fernandes S., Chong J.J.H., Paige S.L., Iwata M., Torok-Storb B., Keller G., Reinecke H., Murry C.E. Comparison of human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes, cardiovascular progenitors, and bone marrow mononuclear cells for cardiac repair. Stem Cell Reports. 2015; 10 (5): 753-62. DOI: https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2015.09.011
5. Jiang M., Mao J., He B. The effect of bone marrow-derived cells on diastolic function and exercise capacity in patients after acute myocardial infarction. Stem Cell Res. 2012; 9 (1): 49-57. DOI: https://doi.org/10.1016/j.scr.2012.03.001
6. Lee C.Y., Kim R., Ham O., Lee J., Kim P., Lee S., et al. Therapeutic Potential of Stem Cells Strategy for Cardiovascular Diseases. Stem Cells Int. 2016; 20 (16): 428-593. DOI: https://doi.org/10.1155/2016/4285938
7. Geng Y.J. Molecular mechanisms for cardiovascular stem cell apoptosis and growth in the hearts with atherosclerotic coronary disease and ischemic heart failure. Ann N Y Acad Sci. 2003; (1010): 687-97. DOI: https://doi.org/10.1196/annals.1299.126
8. Porrello E.R., Mahmoud A.I., Simpson E., Hill J.A., Richardson J.A., Olson E.N., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 2011; (331): 1078-80. DOI: https://doi.org/10.1126/science.1200708
9. Bergmann O., Bhardwaj R.D., Bernard S., Zdunek S., Barnabe-Heider F., Walsh S., et al. Evidence for cardiomyocyte renewal in humans. Science. 2009; (324): 98-102. DOI: https://doi.org/10.1126/science.1164680
10. Behfar A., Crespo-Diaz R., Terzic A., Gersh B.J. Cell therapy for cardiac repair -lessons from clinical trials. Nat Rev Cardiol. 2014; 11: 232-46. DOI: https://doi.org/10.1038/nrcardio.2014.9
11. Beltrami A.P., Barlucchi L., Torella D., Baker M., Limana F., Chimenti S., et al. Adult cardiac stem cells are multipotent and support myocardial regeneration. Cell. 2003; (114): 763-76. DOI: https://doi.org/10.1016/s0092-8674(03)00687-1
12. Makkar R.R., Smith R.R., Cheng K., Malliaras K., Thomson L.E., Berman D., et al. Intracoronary cardiosphere-derived cells for heart regeneration after myocardial infarction (CADUCEUS): a prospective, randomised phase 1 trial. Lancet. 2012; 379: 895-904. DOI: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(12)60195-0
13. Mitrečić D., Hribljan V., Jagečić D., Isaković J., Lamberto F., Horánszky A., et al. Regenerative Neurology and Regenerative Cardiology: Shared Hurdles and Achievements. Int J Mol Sci. 2022; 23 (2): 855. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms23020855
14. Ieda M., Fu J.D., Delgado-Olguin P., Vedantham V., Hayashi Y., Bruneau B.G. Direct reprogramming of fibroblasts into functional cardiomyocytes by defined factors. Cell. 2010; (142): 375-86. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2010.07.002
15. Orlic D., Kajstura J., Chimenti S., Jakoniuk I., Anderson S.M., Li B., et al. Bone marrow cells regenerate infarcted myocardium. Nature. 2001; 410 (6829): 701-5. DOI: https://doi.org/10.1038/35070587
16. Bolli R., Tang X.L., Sanganalmath S.K., Rimoldi O., Mosna F., Abdel-Latif A., et al. Intracoronary delivery of autologous cardiac stem cells improves cardiac function in a porcine model of chronic ischemic cardiomyopathy. Circulation. 2013; (128): 122-31. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.112.001075
17. Hirsch A., Nijveldt R., van der Vleuten P., Tijssen J., van der Giessen W., Tio R., et al. Intracoronary infusion of mononuclear cells from bone marrow or peripheral blood compared with standard therapy in patients after acute myocardial infarction treated by primary percutaneous coronary intervention: results of the randomized controlled HEBE trial. Eur Heart J. 2011; (32): 1736-47. DOI: https://doi.org/10.1093/eurheartj/ehq449
18. Dixon J.A., Gorman R.C., Stroud R.E., Bouges S., Hirotsugu H., Gorman 3rd J.H., et al. Mesenchymal cell transplantation and myocardial remodeling after myocardial infarction. Circulation. 2009; 120: S 220-9. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.108.842302
19. Hare J.M., Fishman J.E., Gerstenblith G., DiFede Velazquez D.L., Zambrano J.P., Suncion V.Y., et al. Comparison of allogeneic vs autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells delivered by transendocardial injection in patients with ischemic cardiomyopathy: the POSEIDON randomized trial. JAMA. 2012; (308): 2369-79. DOI: https://doi.org/10.1001/jama.2012.25321
20. van Berlo J.H., Kanisicak O., Maillet M., Vagnozzi R.J., Karch J., Lin S.C., et al. C-kit+ cells minimally contribute cardiomyocytes to the heart. Nature. 2014; (509): 337- 41. DOI: https://doi.org/10.1038/nature13309
21. Balsam L.B., Wagers A.J., Christensen J.L., Kofidis T., Weissman I.L., Robbins R.C. Haematopoietic stem cells adopt mature haematopoietic fates in ischaemic myocardium. Nature. 2004; 428 (6983): 668-73. DOI: https://doi.org/10.1038/nature02460
22. Murry C.E., Soonpaa M.H., Reinecke H., Nakajima H., Nakajima H.O., Rubart M., et al. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature. 2004; 428 (6983): 664-8. DOI: https://doi.org/10.1038/nature02446
23. van Berlo J., Kanisicak O., Maillet M., Vagnozzi R., Karch J., Lin S., et al. C-kit+ cells minimally contribute cardiomyocytes to the heart. Nature. 2014; 509 (7500): 337-41. DOI: https://doi.org/10.1038/nature13309
24. Zhang L., Sultana N., Yan J., Yang F., Chen F., Chepurko E., Yang F.C., Du Q., Zangi L., Xu M., Bu L., Cai C.L. Cardiac Sca-1+ cells are not intrinsic stem cells for myocardial development, renewal, and repair. Circulation. 2018; (138): 2919-30. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.118.035200
25. Tallini Y.N., Greene K.S., Craven M., Spealman A., Breitbach M., Smith J., et al. С-kit expression identifies cardiovascular precursors in the neonatal heart. Proc Natl Acad Sci U S A. 2009; 106 (6): 1808-13. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.0808920106
26. Zaruba M.M., Soonpaa M., Reuter S., Field L.J. Cardiomyogenic potential of C-kit(+)-expressing cells derived from neonatal and adult mouse hearts. Circulation. 2010; 121 (18): 1992-2000. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.109.90909
27. Nair N., Gongora E. Stem cell therapy in heart failure: Where do we stand today? Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 2020; 1866 (4): 165489. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2019.06.003
28. Siminiak T., Kalawski R., Fiszer D., Jerzykowska O., Rzeźniczak J., Rozwadowska N., Kurpisz M. Autologous skeletal myoblast transplantation for the treatment of postinfarction myocardial injury: phase I clinical study with 12 months of follow-up. Am Heart J. 2004; (148): 531-7. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ahj.2004.03.043
29. Leobon B., Garcin I., Menasche P., et al., Myoblasts transplanted into rat infarcted myocardium are functionally isolated from their host. Proc Natl Acad Sci USA. 2003; (100): 7808-11. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.1232447100
30. Menasche P., Alfieri O., Janssens S., McKenna W., Reichenspurner H., Trinquart L., Vilquinet J.-T., al. The Myoblast Autologous Grafting in Ischemic Cardiomyopathy (MAGIC) trial: first randomized placebo-controlled study of myoblast transplantation. Circulation. 2008; (117): 1189-200. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.107.734103
31. Brickwedel J., Gulbins H., Reichenspurner H. Long-term follow-up after autologous skeletal myoblast transplantation in ischaemic heart disease. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 2014; (18): 61-6. DOI: https://doi.org/10.1093/icvts/ivt434
32. Nso N., Bookani K.R., Enoru S., Radparvar F., Gordon R. The efficacy of bone marrow mononuclear stem cell transplantation in patients with non-ischemic dilated cardiomyopathy - a meta-analysis. Heart Fail Rev. 2021; 27 (3): 8811-820. DOI: https://doi.org/10.1007/s10741-021-10082-0
33. Vrtovec B., Poglajen G., Lezaic L., Sever M., Domanovic D., Cernelc P., et al. Effects of intracoronary CD 34+ stem cell transplantation in nonischemic dilated cardiomyopathy patients: 5-year follow-up. Circ Res. 2013; (112): 165-73. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCRESAHA.112.276519
34. Rai B., Shukla J., Henry T.D., Quesada O. Angiogenic cd34 stem cell therapy in coronary microvascular repair - a systematic review. Cells. 2021; 10 (5): 1137. DOI: https://doi.org/10.3390/cells10051137
35. Henry T.D., Losordo D.W., Traverse J.H., Schatz R.A., Jolicoeur E.M., Schaer G.L., et al. Autologous CD 34+ cell therapy improves exercise capacity, angina frequency and reduces mortality in no-option refractory angina: a patient-level pooled analysis of randomized double-blinded trials. Eur Heart J. 2018; 39 (23): 2208-216. DOI: https://doi.org/10.1093/eurheartj/ehx764
36. Tongers J., Roncalli J.G., Losordo D.W. Role of endothelial progenitor cells during ischemia-induced vasculogenesis and collateral formation. Microvasc Res. 2010; 79: 200-6. DOI: https://doi.org/10.1016/j.mvr.2010.01.012
37. Roncalli J.G., Tongers J., Renault M.A., Losordo D.W. Endothelial progenitor cells in regenerative medicine and cancer: a decade of research. Trends Biotechnol. 2008; 26 (5): 276-83. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2008.01.005
38. Yuan Z., Huang W. New Developments in Exosomal lncRNAs in Cardiovascular Diseases. Front Cardiovasc Med. 2021; (8): 70-91. DOI: https://doi.org/10.3389/fcvm.2021.709169
39. Passier R., Van Laake L.W., Mummery C. Stem-cell-based therapy and lessons from the heart. Nature. 2008; (453): 322-9. DOI: https://doi.org/10.1038/nature07040
40. Nussbaum J., Minami E., Laflamme M., Jitka A., Virag C., Ware A., et al. Transplantation of undifferentiated murine embryonic stem cells in the heart: teratoma formation and immune response. FASEB J. 2007; (21): 1345-57. DOI: https://doi.org/10.1096/fj.06-6769com
41. Kawamura M., Miyagawa S., Miki K., Saito A., Fukushima S., Higuchi T., et al. Feasibility, safety, and therapeutic efficacy of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte sheets in a porcine ischemic cardiomyopathy model. Circulation 2012; (126): S 29-37. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.111.084343
42. Takahashi K., Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 2006; (126): 663-76. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2006.07.024
43. Takahashi K., Tanabe K., Ohnuki M., Narita M., Ichisaka T., Tomoda K., et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 2007; (131): 861-72. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2007.11.019
44. Guenther M., Frampton G., Soldner F., et al. Chromatin structure and gene expression programs of human embryonic and induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 2010; (7): 249-57. DOI: https://doi.org/10.1016/j.stem.2010.06.015
45. Shiba Y., Gomibuchi T., Seto T., Wada Y., Ichimura H., Tanaka Y., et al. Allogeneic transplantation of iPS cell-derived cardiomyocytes regenerates primate hearts. Nature. 2016; (538): 388-91. DOI: https://doi.org/10.1038/nature19815
46. Tohyama S., Hattori F., Sano M., Hishiki T., Nagahata Y., Matsuura T., et al. Distinct metabolic flow enables large-scale purification of mouse and human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Cell Stem Cell. 2013; (12): 127-37. DOI: https://doi.org/10.1016/j.stem.2012.09.013
47. Faiella W., Atoui R. Therapeutic use of stem cells for cardiovascular disease. Clin Transl Med. 2016; (5): 34-46. DOI: https://doi.org/10.1186/s40169-016-0116-3
48. Ahmed R.P., Ashraf M., Buccini S., Shujia J., Haider HKh. Cardiac tumorigenic potential of induced pluripotent stem cells in an immunocompetent host with myocardial infarction. Regen Med. 2011; 6 (2): 171-8. DOI: https://doi.org/10.2217/rme.10.103
49. Gong R., Jiang Z., Zagidullin N., Liu T., Cai B. Regulation of cardiomyocyte fate plasticity: a key strategy for cardiac regeneration. Signal Transduct Target Ther. 2021; 6 (1): 31. DOI: https://doi.org/10.1038/s41392-020-00413-2
50. Witman N., Zhou C., Grote Beverborg N., Sahara M., Chien K.R. Cardiac progenitors and paracrine mediators in cardiogenesis and heart regeneration. Semin Cell Dev Biol. 2020; (100): 29-51. DOI: https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2019.10.011
51. Chimenti I., Smith R., Li T.S., Gerstenblith G., Messina E., Giacomello A., Marbán E. Relative roles of direct regeneration versus paracrine effects of human cardiosphere-derived cells transplanted into infarcted mice. Circ Res. 2010; 106: 971-80. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCRESAHA.109.210682
52. Kawamura M., Miyagawa S., Miki K., Saito A., Fukushima S., Higuchi T., Kawamura T., et al. Feasibility, safety, and therapeutic efficacy of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte sheets in a porcine ischemic cardiomyopathy model. Circulation. 2012; (126): S 29-S 37. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.111.084343
53. Chong J.J., Yang X., Don C.W., Minami E., Liu Y.W., Weyers J.J., et al. Human embryonic-stem-cell-derived cardiomyocytes regenerate non-human primate hearts. Nature. 2014; 510 (7504): 273-7. DOI: https://doi.org/10.1038/nature13233
54. Ong S.G., Huber B.C., Lee W.H., Kodo K., Ebert A.D., Ma Y., Nguyen P.K., Diecke S., Chen W.Y., Wu J.C. Microfluidic Single-Cell Analysis of Transplanted Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes After Acute Myocardial Infarction. Circulation. 2015; 132 (8): 762-71. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.114.015231
55. Khan K., Caron C., Mahmoud I., Derish I., Schwertani A., Cecere R. Extracellular vesicles as a cell-free therapy for cardiac repair: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled preclinical trials in animal myocardial infarction models. Stem Cell Rev Rep. 2022; 18 (3): 1143-67. DOI: https://doi.org/10.1007/s12015-021-10289-6
56. Tachibana A., Santoso M., Mahmoudi M., Shukla P., Wang L., Bennett M., Yang P. Paracrine effects of the pluripotent stem cell-derived cardiac myocytes salvage the injured myocardium. Circulation Research. 2017; 121 (6): e22. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCRESAHA.117.310803
57. Ibrahim A., Cheng, Marbán E. Exosomes as critical agents of cardiac regeneration triggered by cell therapy. Stem Cell Reports. 2014; 2 (5): 606-19. DOI: https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2014.04.006
58. Zaborowski M., Balaj L., Breakefield X., Lai C. Extracellular vesicles: composition, biological relevance, and methods of study. BioScience. 2015; 65 (8): 783-97. DOI: https://doi.org/10.1093/biosci/biv084
59. Zhang Y., Liu Y., Liu H., Tang W. Exosomes: biogenesis, biologic function and clinical potential. Cell & Bioscience. 2019; 9 (1): 19. DOI: https://doi.org/10.1186/s13578-019-0282-2
60. Vicencio J.M., Yellon D.M., Sivaraman V., Das D., Boi-Doku C., Arjun S., Zheng Y., Riquelme J.A., Kearney J., Sharma V. Plasma exosomes protect the myocardium from ischemia-reperfusion injury. J Am Coll Cardiol. 2015; (65): 1525-36. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jacc.2015.02.026
61. Sahoo S., Mathiyalagan P., Hajjar R.J. Pericardial fluid exosomes: a new material to treat cardiovascular disease. Mol Ther. 2017; (25): 568-69. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2017.02.002
62. Chakraborty C., Sharma A.R., Sharma G., Lee S.S. Therapeutic advances of miRNAs: A preclinical and clinical update. J Adv Res. 2021; (28): 127-38. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jare.2020.08.012
63. Isomi M., Sadahiro T., Ieda M. Progress and Challenge of Cardiac Regeneration to Treat Heart Failure. J Cardiol. 2019; (73): 97-101. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jjcc.2018.10.002
64. Wada R., Muraoka N., Inagawa K., Yamakawa H., Miyamoto K., Sadahiro T., et al. Induction of human cardiomyocyte-like cells from fibroblasts by defined factors. Proc Natl Acad Sci U S A. 2013; (110): 12667-72. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.1304053110
65. Cao N., Huang Y., Zheng J., Spencer C.I., Zhang Y., Fu J.D., et al. Conversion of human fibroblasts into functional cardiomyocytes by small molecules. Science. 2016; (352): 1216-20. DOI: https://doi.org/10.1126/science.aaf1502
66. Ifkovits J.L., Addis R.C., Epstein J.A., Gearhart J.D. Inhibition of TGFbeta signaling increases direct conversion of fibroblasts to induced cardiomyocytes. PLoS ONE. 2014; (9): e89678. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0089678
67. Mohamed T.M., Stone N.R., Berry E.C., Radzinsky E., Huang Y., Pratt K., et al. Chemical enhancement of in vitro and in vivo direct cardiac reprogramming. Circulation. 2017; (135): 978-95. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.116.024692
68. Zhou Y., Wang L., Vaseghi H.R., Liu Z., Lu R., Alimohamadi S., et al. Bmi1 is a key epigenetic barrier to direct cardiac reprogramming. Cell Stem Cell. 2016; 18: 382-95. DOI: https://doi.org/10.1016/j.stem.2016.02.003
69. Qian L., Huang Y., Spencer C.I., Foley A., Vedantham V., Liu L., et al. In vivo reprogramming of murine cardiac fibroblasts into induced cardiomyocytes. Nature. 2012; (485): 593-8. DOI: https://doi.org/10.1038/nature11044
70. Jayawardena T.M., Finch E.A., Zhang L., Zhang H., Hodgkinson C., Pratt R.E., et al. MicroRNA induced cardiac reprogramming in vivo: evidence for mature cardiac myocytes and improved cardiac function. Circ Res. 2015; (116): 418-24. DOI: https://doi.org/10.1161/CIRCRESAHA.116.304510
71. Miyamoto K., Akiyama M., Tamura F., Isomi M., Yamakawa H., Sadahiro T., et al. Direct in vivo reprogramming with Sendai virus vectors improves cardiac function after myocardial infarction. Cell Stem Cell. 2018; (22): 91-103 e5. DOI: https://doi.org/10.1016/j.stem.2017.11.010